2023年8月从云南普洱市思茅区(N 22°43′38″，E 101°03′11″，海拔1 368 m)、临沧市临翔区(N 23°54′52″，E 100°7′4″，海拔1 245.6 m)和保山市昌宁县(N 24°51′18″，E 99°36′44″，海拔1 678 m)茶区采集具有典型症状的病叶样品，带回实验室进行病原菌的分离与纯化。

在病原菌培养基筛选测试中使用了8种培养基，其中马铃薯葡萄糖琼脂(PDA)还被用于病原菌的培养和保存，各种培养基按表 1中配方现配现用。

1) 引物：参考有关文献选取扩增病原菌的核糖体内转录间区(ITS)、肌动蛋白(ACT)、翻译延伸因子(TEF1-α)和β-微管蛋白2(TUB2)基因序列，所用引物对分别为ITS1/ITS4、ACT512F/ACT783R、EF1H/EF2T及T1/Bt2b ^[8-9]，由上海生物工程有限公司合成。2) 核酸提取试剂：1 mol/L Tris-Cl液(pH值为8.0)、2% CTAB缓冲液(1.4 mmol/L NaCl、20 mmol/L EDTA，100 mmol/L Tris-HCl，0.2%巯基乙醇，加灭菌水定容至100 mL)、洗涤缓冲液(76 mL无水乙醇，10 mmol/L乙酸铵，加灭菌水定容至100 mL)、TE缓冲液(10 mmol/L pH值为7.4的Tris-HCl，1 mmol/L EDTA)、氯仿∶异戊醇(24∶1)液及液氮。3) 25 μL的PCR反应液体系(2×EasyTaq PCR Super Mix 12 μL、引物各1 μmol/L、模板DNA 1 μL及重蒸水10 μL)。

选择当前市场销售和生产中广泛应用于防治作物真菌性病害的8种杀菌剂，如40%苯醚甲环唑SA，30%苯甲吡唑酯SA等，用于药剂筛选试验，由云南省景洪市楚杰农资有限公司提供；供毒力分析的两种药剂的原药由陕西汤普森科技有限责任公司提供。

于2022-2023年茶树生长季节定期到茶园调查，观察记录茶树褐斑病的发生情况，并与后续实验室接种试验形成的病害症状进行比较。2023年8月田间调查时采集具有典型病害症状的茶植株病叶，带回实验室进行病原菌分离。

用病组织分离法^[10]分离和纯化真菌，从新鲜病叶的病斑与健康组织交界处切取约5×5 mm的小块，经75%乙醇和2%的次氯酸钠溶液表面消毒后植入PDA培养基平板上(3块/皿)，在(25±1) ℃恒温箱中黑暗培养，待菌落形成后用灭菌接种针挑取菌落边缘菌丝体尖端，植入新的PDA培养基平板中央，在(25±1) ℃下培养至形成单菌落；如此再挑取菌丝尖端纯化2~3次至得到纯培养真菌菌株；最后从无污染的纯化菌落边缘挑取菌丝尖端植入试管PDA培养基斜面上，在恒温箱中培养4 d后放入4 ℃冰箱中保存备用。

采用离体叶片刺伤接种法和无伤接种法^[10]。从温室栽植的健康茶苗(勐库大叶种)植株上采集健康功能叶片，用自来水冲洗干净后置于直径为15 cm培养皿中的湿滤纸片上。刺伤接种法是先在每个叶片的4个适当位置(接种点位处)用灭菌缝衣针针尖轻轻刺伤叶面，用灭菌打孔器(直径为5 mm)从培养7 d的各菌株菌落边缘取菌饼，置于每个刺伤点位处，每个叶片接种4个位点，每个菌株重复6个叶片，以在每个叶片4个刺伤位点叶面上放置5 mm的PDA饼作为对照，用灭菌水做叶面喷雾后盖上培养皿。无伤接种法是用分生孢子悬浮液(约10⁴个/mL)直接均匀喷雾到叶面上，对照叶片用灭菌水喷雾。每个菌株接种重复6个叶片，处理后置于室温下黑暗保湿(相对湿度为100%)培植24 h，然后置入生长培养箱(25 ℃，相对湿度大于90%，光照强度11 000 lx，12 h/d)中培植至15 d，定期观察发病情况。培植10 d后从发病叶片的病斑上挑取长出的菌丝体，再分离纯化其病原菌，并与原菌株的形态进行比较，根据柯赫氏法则^[11]确认致病菌株。

将已鉴定的病原菌(CYB02)接种到直径为9 cm PDA培养基平板中央，(25±1) ℃恒温箱中黑暗培养7 d后观察记录菌落形态，14~20 d后用宁波舜宇CX40生物显微镜成像系统(400×)观察菌丝、厚垣孢子和分生孢子特征，并在显微镜(40×)下测定30根(个)菌丝直径、厚垣孢子和分生孢子的大小(长×宽)。

从培养7 d的PDA培养基平板上刮取菌体，用溴化十六烷基三甲基铵(CTAB)法^[12]提取各分离株的基因组DNA，以此为模板进行不同基因序列的扩增，均采用25 μL的PCR反应液体系。

1) 分别用ITS1/ITS4和ACT512F/ACT783R引物对扩增内转录间区(ITS)序列和肌动蛋白基因(ACT)，扩增程序设置为：95 ℃预变性3 min，95 ℃变性60 s，52 ℃退火30 s，72 ℃延伸1 min，循环35次；最后72 ℃延伸10 min^[13]。

2) EF1H/EF2T引物对扩增翻译延伸因子基因(TEF1-α)，扩增程序设置为：94 ℃预变性2 min，94 ℃变性1 min，55 ℃退火1 min，72 ℃延伸1 min，循环35次；最后72 ℃延伸5 min ^[9]。

3) 用T1/Bt2b引物对扩增微管蛋白2基因(TUB2)，扩增程序设置为：94 ℃变性4 min，94 ℃变性45 s，60 ℃退火45 s，72 ℃延伸1 min，循环35次；最后72 ℃延伸10 min ^[14]。

将上述PCR扩增产物送上海生物工程有限公司测序，并上传到NCBI GenBank数据库，在线进行Blastn比对分析(https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi)；用DNAman软件将获得的各菌株蛋白基因序列进行拼接，再用MEGA 11 ^[15]构建以拼接序列为基础的邻接系统发育树，并根据分析结果确定病原菌的物种名称。

参考安宣鲜等^[16]和徐可可等^[17]的方法，测试不同温度、酸碱度、光照时间、培养基、碳源和氮源等因素对病原菌(CYB02)生长的影响。为进行各项生物学测试，预先按配方配制所需培养基，经121 ℃、0.10~0.12 MPa灭菌30 min后，倒于直径为9 cm的培养皿中制成培养基平板备用。将4 ℃冰箱中保存的CYB02菌种取出，在室温下放置24 h后接种于PDA培养基平板上，在(25±1) ℃恒温箱中培养7 d后用灭菌打孔器(5 mm)从菌落上打取菌饼备用。

1) 温度试验  用PDA培养基平板，设置温度为4、10、15、20、22、24、26、28、30、34、37、40、45 ℃，每个处理重复5次。将预备的CYB02菌饼放置于培养基平板的中央，在黑暗条件下培养7 d后用十字交叉法测量菌落直径，计算各处理的菌落平均值和生长速率，并记录菌落的生长和产孢情况。

2) 酸碱度试验  用PDA培养基平板，设置pH值为4、5、6、7、8、9、10、11、12、13，用1.0 mol的HCl溶液和1.0 mol的NaOH溶液调节培养基的酸碱度至所需pH值，每个处理重复5次。

3) 光照试验  用PDA培养基平板，在培养期间设置光照时长为0、4、8、12、18、24 h/d，每个处理重复5次。

4) 碳源试验  以NA为基础培养基，分别加入适量的马铃薯淀粉、玉米淀粉、可溶性淀粉、麦芽糖、葡萄糖、蔗糖、乳糖或半乳糖，分别配制成碳源质量浓度为30 g/L的8个培养基处理，每个处理重复5次。

5) 氮源试验  用CDA作为基础培养基，分别加入酵母粉、蛋白胨、硫酸铵或氯化铵等，分别配制成氮源质量浓度为2.0 g/L的培养基，每个处理重复5次。

6) 培养基试验  测试病原菌在PDA、PSA、CMA、MEA、PCA、WA、NA和CDA等8种培养基上的生长情况，每种培养基处理重复5次。

除温度试验外，其余试验都是将预备的CYB02菌饼放置于培养基平板中央，在(25±1) ℃下培养7 d后观察菌落的生长情况，用十字交叉法测量菌落直径，计算各处理的菌落直径平均值和生长速率，用邓肯氏新复极差法^[18]检验同一试验中不同处理之间的差异显著性。

选取市场销售并广泛应用于生产中的8种高效低毒低残留的杀菌剂作为供试药剂，进行药剂种类的筛选、最有效药剂的毒力分析和控病效果试验。

1) 药剂筛选  用菌落生长法^[19]测试8种供试杀菌剂对病原菌的抑菌作用。按生产商推荐使用浓度范围的中值作为测试浓度，用灭菌水配制药液(自然pH值)；取200 μL每种配制好的药液置入直径为9 cm的PDA培养基平板表面，用火焰灭菌的玻璃棒涂抹使药液均匀布满培养基表面，以同体积的灭菌水涂抹PDA培养基平板作为对照。用打孔器从菌落边缘取直径为5 mm的菌饼，置于培养基平板中央；每个药剂处理和对照均重复5次。处理后放入(25±1) ℃恒温箱中培养，7 d后用十字交叉法测量菌落直径(cm)，计算其平均值及标准差，用邓肯氏新复极差法^[18]检验不同处理的菌落直径值间的差异显著性。根据平均直径值计算各种杀菌剂的抑菌率(R_抑菌)，由此筛选出强抑菌活性杀菌剂。

式中：D_对照为对照的菌落直径；D_药剂为药剂处理的菌落直径。

2) 药剂的毒力分析  采用抑菌率最高的2种药剂的原药，参考周明国^[20]的方法进行毒力分析，设置8个浓度梯度(0、0.05、0.1、0.2、0.4、0.8、1.6、3.2 mg/mL)，每个处理设5次重复，测定不同浓度下药液的抑菌率。构建两种药剂的毒力回归模型，用F测验法检验模型的显著性，计算各药剂的有效抑制中浓度(EC₅₀)。

3) 药剂控病效果测试  选用抑菌效果不同的4种药剂进行室内植物上的药剂控病试验。用PDA培养基平板在(25±1) ℃下培养病原菌，14 d后从培养基上收集适量的分生孢子，配制成10⁶个/mL的孢子悬浮菌液，喷雾器喷雾接种于温室内盆栽的健康茶苗(勐库大叶种，苗龄12 mon.)上，至其叶片表面均匀布满菌液，每种药剂重复5钵植株，用灭菌水喷雾5钵植株作为对照；将接种苗转入(25±1) ℃、相对湿度为100%和黑暗(人工气候箱) 中培植24 h，然后在(25±1) ℃，相对湿度大于90%，11 000 lx光照10 h/d下继续培植12 h；再用配制的不同杀菌剂药液喷雾，以灭菌水喷雾接种茶苗作为对照；喷药处理后继续培植21 d，其间适时观察记录植株的发病情况，每个处理观察20片完全展开的功能叶，记录每个叶片的病害程度(病斑面积占总叶面积的比例)并计算平均严重度，用邓肯氏新复极差法^[18]检验不同处理间的差异显著性，并计算各药剂的控病效果(E)。

式中：S_对照为对照病害的严重度；S_处理为药剂处理病害的严重度。

在2022-2023年的不同生长季节作了茶园的田间调查，观察到茶树褐斑病在幼苗和成株期植株上均可侵染，主要侵染叶片，形成的病斑呈圆形或椭圆形，黑褐色但中部颜色略浅，直径约2~17 mm(图 1)；管理较差的茶园和潮湿条件下发病较重，病斑较大，颜色较深；生长季晚期叶片上的病斑大小差异大，多为不规则形，发病较严重的叶片稍有褶皱，病斑可扩展或联合而形成大小不同的枯斑，致使部分叶片黄化枯死。

从两个不同地方茶园各采集具有典型症状的10片病叶，在PDA培养基平板上分离和纯化后共获得12个真菌纯培养菌株。离体叶片微刺伤接种试验确认有4个菌株能引起侵染发病，用菌饼分别接种48 h后叶组织软化呈水渍状，7 d后各菌株形成的病斑，与苗床幼苗上和潮湿气候条件下田间病茶叶上的病斑类似，接种叶片表面病斑呈圆形或椭圆形，中部颜色较浅呈灰褐色，边缘颜色较深呈黑褐色；病菌的菌丝生长穿透叶片组织，使叶片背面病斑几乎完全被灰白色的菌丝覆盖(图 2)。接种10 d后用灭菌接种针直接挑取叶片背面病斑上长出的菌丝体，置于PDA培养基平板中央，在(25±1) ℃培养箱中培养7 d后形成与原分离株形态相同的纯培养菌落。其他菌株在处理21 d后未见叶片发病，用PDA培养基块处理的对照叶片也一直保持健康状态。根据柯赫氏证病试验确认4个致病分离株(CYB01—CYB04)是引起茶树褐斑病的病原菌。

用该4个菌株的分生孢子悬浮液接种后的离体茶叶，显症时间较刺伤接种推迟了4~5 d，接种9 d后开始出现小病斑，12 d后病斑变得明显，黑褐色，差异较大，圆形或不规则形，约0.7~5.2 mm(图 2)，与茶园自然发生的症状非常相似。

4个致病真菌菌株的形态没有明显区别，在PDA培养基平板(25±1) ℃下培养7 d后形成的菌落(图 3a，3b)近圆形，表面绒毛状，呈灰黑和灰白色相间的同心轮纹，最外一环为浅灰白色，略呈波纹状，菌落周围的培养基变为浅褐色；菌落背面中部黑褐色，周围大部分红褐色，边缘环绕1圈白色菌丝，菌落呈近圆形，直径为53.1~76.8 mm(n=5)，生长速率为9.7 mm/d。菌丝较发达，分隔，无色透明，直径为2.1~3.6 μm(n=30)；后期菌丝变浅灰色，有的菌丝中部膨大(图 3c)形成厚垣孢子(图 3d)。厚垣孢子近椭圆形或棍棒状，不分隔或分1~2隔(图 3e)，13.3~41.3 μm×8.4~13.3 μm(n=30)。分生孢子(图 3f)单细胞，无色或浅灰色，圆形或椭圆形，2.6~6.8 μm×1.8~4.2 μm(n=30)。本研究中未能见到病菌的分生孢子器及有性时期。结合病原菌特征并参考有关文献^[21-23]将其初步确认为一种附球菌(Epicoccum sp.)。

通过PCR扩增获得4个致病菌株的ITS序列均为539 bp，Blastn比对分析表明它们之间的相似率为100%，由此确认它们为同一种真菌，将其中一个代表菌株(CYB02)的ITS序列提交到NCBI基因数据库后获得的登录号为OM100555。

Blastn比对分析还表明，CYB02菌株与高粱附球孢(Epicoccum sorghinum) EGJMP14菌株相似性为99.44%。PCR扩增获得该菌株的ACT、TEF1-α和TUB2基因序列分别为281 bp、334 bp和388 bp，NCBI的序列登录号分别为PX521583、PX521584和P521585；从NCBI基因数据库下载的附球孢属菌株相应蛋白基因，用DNAman软件将各菌株的拼接序列用MEGA 11软件构建邻接系统发育树(图 4)，结果显示CYB02与高粱附球孢E. sorghinum Guangxi-1菌株处于同一末端分支上，其自主支持率为98.0%，因此，将病原菌(CYB02)最终鉴定为高粱附球孢(E. sorghinum)。

病原菌CYB02在16~33 ℃内都能正常生长(图 5)，但在25~27 ℃下生长最快，培养7 d后菌落直径为73.5~75.8 mm(n=5)，当培养温度低于4 ℃或高于40 ℃时，菌落停止生长。由此可见，CYB02生长的最适温度为25~27 ℃。

当培养基的pH值为4~13时，CYB02都能生长形成大小不同的菌落。在培养7 d后测量，pH值为6~8时CYB02菌落直径为71.6±3.6 mm~75.1±4.8 mm(n=5)，差异无统计学意义(p＞0.05)；当培养基pH值为9~13或4~5时，它们的菌落直径显著减小(p＜0.05)。结果表明，CYB02最适宜于在中性或偏中性(pH值为6~8)条件下生长(图 6)。

经0~24 h/d光照处理后CYB02的菌落均能正常生长，但不同处理之间的菌落大小存在明显差异(图 7)。培养7 d后，完全黑暗(0 h/d)处理的菌落生长最好，直径最大，为75.3 ±4.8 mm(n=5)；短光照(4 h/d)与较长光照处理(8~24 h/d)的菌落直径之间差异有统计学意义(p＜0.05)，且每天的光照时间越长，菌落生长越缓慢，因此，CYB02最适合在黑暗条件下培养。

在供试的8种碳源培养基上，CYB02的菌落均能生长，但不同处理的菌落大小存在差异。在乳糖和半乳糖培养基上菌落生长缓慢，菌丝稀疏呈白色绒毛状，培养7 d后菌落直径分别为44.1±0.8 mm和41.9±1.2 mm。病原菌在其余6种碳源培养基上都能较好生长，菌丝较紧密呈白色棉絮状，菌落生长较快，但以葡萄糖和麦芽糖培养基上形成的菌落最大，培养7 d后直径分别为74.3±3.1 mm和72.6±1.8 mm，显著大于蔗糖、可溶性淀粉、马铃薯淀粉和玉米淀粉上的菌落。由此可见，葡萄糖和麦芽糖为CYB02的最佳碳源(表 2)。

CYB02菌株在供试的8种氮源培养基上均能生长，但在不同培养基上的菌落生长速率和产孢存在明显差异(表 2)。在添加氯化铵、硫酸铵和柠檬酸铵的察氏(CDA)培养基上，CYB02的菌落生长较缓慢，菌丝稀疏呈灰色，菌落稍微凸起，直径较小(30.5±1.6~34.3±2.4 mm)；在添加大豆蛋白、脱脂奶粉和牛肉膏的CDA培养基上，菌落生长正常，直径大小为50.6±3.1~61.4± 3.2 mm；在添加蛋白胨和酵母粉的CDA培养基上形成的菌落直径最大(71.5±3.8 mm和73.7±4.5 mm)，显著大于其他氮源处理(p＜0.05)。

CYB02在供试的8种培养基上都能生长，但不同培养基上菌落生长(表 3)和产孢具有明显的差异。该真菌在WA、NA和CDA培养基上生长较缓慢，形成的菌落较小(43.2±0.8~48.6±1.5 mm，n=5)，不产孢或产孢稀少；在PCA和CMA培养基上菌落生长较快，培养7 d后的菌落直径为55.7±1.8 mm和57.8±2.0 mm(n=5)，菌落上后期产生较少的分生孢子团；该菌在MEA、PSA和PDA培养基平板上生长良好，培养7 d后的菌落白色，菌丝浓密，直径为68.2±2.1 mm~74.2±3.3 mm(n=5)，培养14 d后观察到菌落上形成大量的分生孢子团。由此可见，MEA、PSA和PDA是CYB02的适宜培养基，尤以PDA和PSA为最佳。

由表 4可知，供试8种杀菌剂对CYB02菌株菌落的生长都有明显的抑制作用，抑菌率为53.66%~93.59%，与对照抑菌率的差异均达到极显著水平(p＜0.001)，不同药剂的抑菌作用也存在差异。结果显示，12.5%四氟醚唑WP、64%噁霜锰锌WP和68%精甲霜锰锌SA的抑菌效果较差，对病菌的生长抑制率低于75.00%；25%甲硫己唑醇SA、30%苯甲嘧菌酯SA和30%噁菌戊唑醇SA的抑菌效果居中，抑菌率为80.03%~84.73%；30%苯甲吡唑脂SA和40%苯醚甲环唑SA的抑菌效果非常好，抑菌率分别为91.80%和93.59%。

选择对CYB02菌落生长抑制作用最强的苯甲吡唑脂和苯醚甲环唑的原药，进一步测试不同浓度下的抑菌作用。结果表明，在8个测试浓度下，两种原药的抑菌率分别为7.26%~90.72%和6.92%~94.80%；它们的抑菌率(y)和药剂浓度(x，mg/mL)呈显著的正相关(R²=0.916 7~0.962 1，p＜0.01)，根据测定结果分别建立两种药剂的毒力回归方程分别为：

苯甲吡唑脂：

苯醚甲环唑：

经F测验，两个方程都达到了极显著水平(p＜0.01)；由毒力回归方程计算它们的有效抑菌中浓度(EC₅₀)分别为1.510 7 mg/mL和1.283 7 mg/mL。由此可见，两种杀菌剂对病菌的有效抑制中浓度都非常低，表明它们的抑菌效果都很好。

温室盆栽茶苗上的控病试验结果显示，处理21 d后对照茶苗病害严重度为21.98%；供试的4种杀菌剂处理都极显著地减轻了病害的严重度(p＜0.001)，但不同药剂处理植株的病害严重度之间也存在显著差异，因此它们对病害的控制作用也不相同，其中12.5%四氟醚唑WP的控病率只有42.97%，30%苯甲嘧菌酯SA的控病率为63.83%，而30%苯甲吡唑脂SA和40%苯醚甲环唑SA的效果最好，控病率分别为89.17%和90.63%，用它们处理后病害严重度降低到2.40%以下(表 5)，茶苗植株基本上保持健康，只有少量叶片上可见微小褐色斑点。

茶褐斑病全称茶树褐色叶斑病，迄今的文献中一般认为其病原菌是一种尾孢属真菌(Cercospora sp.)^{[4, 24]}，但近年来不同作者在我国一些茶区报道了不同的病原菌。Wang等^[25]鉴定贵州贵阳的茶褐斑病菌有3种拟盘多毛孢(Pestalotiopsis theae，P. camelliae，P. clavispora)；周凌云等^[26]报道湖南长沙发生的茶褐斑病由山茶格孢腔菌(Pleospora camelliae)所致；Yin等^[27]研究发生在贵州贵阳的茶褐斑病病原菌为黑附球孢(Epicoccum nigrum)。本研究在云南西部的不同地区茶园发现一种茶褐斑病，通过分离纯化和柯赫氏证病试验获得其病原菌，经形态学和分子生物学鉴定其为高粱附球孢(E. sorghinum)。由于其病斑多呈褐色，病原菌为附球孢属真菌，因此将这种病害命名为茶附球孢褐斑病。

高粱附球孢在新近的细胞生物分类系统中属于真核域(Eukaryota)、真菌界(Fungi)、子囊菌门(Ascomycota)、盘菌亚门(Pezizomycotina)、座囊菌纲(Dothideomycetes)、格孢腔菌目(Pleosporales)、亚隔孢壳科(Didymellaceae)、附球孢属(Epicoccum)^[28]，其无性阶段属于真菌界(Fungi)、半知菌门(Dueteromycota)、腔孢纲(Coelomycetes)、球壳孢目(Sphaeropsidales)、壳霉科(Sphaeropsicaceae)、叶点霉属(Phyllosticta)。通常情况下该菌常见无性时期的分生孢子，而较难观察到其有性时期。在本研究中，笔者也未见到该菌的有性时期。

高粱附球孢是一种寄主范围较广的植物病原真菌，其冬季主要在寄主病叶组织内越冬，分生孢子随气流及雨水(水滴)溅射传播，浸染成叶引起发病，多在适温高湿的环境下快速传播^{[4, 24]}。近年来的国内外文献记载有50余种植物病害是由高粱附球孢侵染所致，其中重要的有水稻叶斑病、玉米白斑病、麦类黑点病、玉米白斑病、高粱苗枯病和大豆叶枯病等^[29-33]，另外还有甘蔗、芋头、金针菜、火龙果、百合、七叶一枝花和牡丹等重要经济作物的叶斑病^[34-40]。本研究结果表明高粱附球孢为茶褐斑病的病原菌。一般认为茶褐斑病的病原菌为一种尾孢属真菌(Cercospora sp.)，主要危害茶树的成叶和老叶^{[4, 24]}，然而，笔者在各地调查时观察到茶树的幼苗、嫩芽和嫩叶发病也非常普遍，附球孢褐斑病叶片的病斑与文献中描述的褐斑也有较大差异，其更趋于黑褐色，这可能是由于引起褐斑病的病原菌种类不同所致；茶树幼芽和嫩叶受附球孢褐斑病的危害，对茶叶产量及品质的影响较老叶更为严重，因此在茶树的栽培管理中需要更加重视这种病害的防控。

Oliveira等^[41]研究环境因子对高粱附球孢菌的影响时测得该菌的最适生长温度为26 ℃，本研究结果表明，高粱附球孢CYB02生长的适宜温度为16~33 ℃，最适温度为25~27 ℃；在pH值为4~13的PDA培养基上能生长，在pH值为6~8时生长最快；在黑暗中病菌生长最快，而在长光照条件下生长受到抑制；CYB02生长的最佳碳源为葡萄糖和麦芽糖，最佳氮源为酵母粉和蛋白胨；马铃薯葡萄糖琼脂(PDA)和马铃薯蔗糖琼脂(PSA)为病原菌的最适宜培养基。这些结果对茶附球孢褐斑病研究中快速繁殖病原菌及探讨病害的流行规律都具有重要参考价值。

化学药剂的应用一直都是现代农业中植物病害综合治理的重要技术措施之一。在作物生产中根据需要安全而合理地使用高效低毒杀菌剂，仍然是当今作物生产中病害绿色治理的重要和必要方法之一^{[4-6, 24, 41]}。近年来，有学者提出了“绿色和协调、健康和安全、高效和低毒”的茶叶病害综合治理中使用化学农药的基本原则，同时也研究筛选出了针对特定茶树病害的高效低毒新型杀菌剂^[42-47]。Yao等^[48]的研究发现25%吡唑醚菌酯SC对导致绣球花叶斑病菌E. sorghinum具有非常强的抑菌作用。本研究测试了当前生产中常用的8种杀菌剂对茶褐斑病高粱附球孢(CYB02)的抑菌效果，其中30%苯甲吡唑酯SA和40%苯醚甲环唑SA两种新型杀菌剂不仅抑菌作用很强，对茶褐斑病的控制效果也很好，因此可以将它们纳入进茶附球孢褐斑病的综合治理中。

综上所述，引起云南茶附球孢褐斑病的病原菌为高粱附球孢(E. sorghinum)，因此将该病害命名为茶附球孢褐斑病，这是我国在云南茶区首次发现的一种茶树新病害；30%苯甲吡唑酯SA和40%苯醚甲环唑SA是两种高效低毒和无残留的新型复合杀菌剂，对附球孢茶褐斑病具有非常好的控病效果；本研究还测试了该病原菌的主要生物学特性。这些研究结果可为该病害的诊断鉴定、预测预报和绿色治理提供重要的科学参考依据。