Intein-Mediated Split-Cas9: a Transgene-Free Plant Genome Editing System

JIA Ling; XU Bingxin; YE Dongmei; LI Yaxiu; XIA Qingyou

doi:10.13718/j.cnki.xdzk.2023.08.010

2023 Volume 45 Issue 8

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JIA Ling, XU Bingxin, YE Dongmei, et al. Intein-Mediated Split-Cas9: a Transgene-Free Plant Genome Editing System[J]. Journal of Southwest University Natural Science Edition, 2023, 45(8): 105-112. doi: 10.13718/j.cnki.xdzk.2023.08.010

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JIA Ling, XU Bingxin, YE Dongmei, et al. Intein-Mediated Split-Cas9: a Transgene-Free Plant Genome Editing System[J]. Journal of Southwest University Natural Science Edition, 2023, 45(8): 105-112. doi: 10.13718/j.cnki.xdzk.2023.08.010

Intein-Mediated Split-Cas9: a Transgene-Free Plant Genome Editing System

Biological Science Research Center, Academy for Advanced Interdisciplinary Studies, Southwest University, Chongqing 400715, China

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Corresponding author: XIA Qingyou
Received Date: 11/10/2021
Available Online: 20/08/2023
MSC: S961.6

Abstract

Clustered regularly interspaced short palindromic repeats/CRISPR-associated protein 9 [JP](CRISPR/Cas9)-induced genomic engineering has shown unprecedented perspectives for basic plant research and crop genetic improvements. However, current plant genome editing methods are mostly based on Agrobacterium transformation. This procedure involves transgenic intermediates that could raise regulatory concernsand technical challenges when used with hard-to-transform plants. Here, we describe a simple transgene-free plant editing method for tobacco using viral delivery of spliced Cas9/gRNA. To fit the delivery capacity of the systemic infectious potato virus X vector, we split the Staphylococcus aureus Cas9 into three parts by combining two split-inteins. We showed that trans-splicing two inteins reconstitutes the full Cas9 protein in cultured cells and plant leaves. The direct injection of three split-Cas9 vectors and a gRNA vector into leaves could induce targeted genomic modifications with high efficiency. Our method revealed that Cas9 could be trans-spliced into three separate parts. This new simple transgene-free plant editing method may be applicable to various other plant species.
- CRISPR/Cas9,
- genomic engineering,
- genomic modifications,
- plant genome editing

References

[1]	GAJ T, GERSBACH C A, BARBAS C. ZFN, TALEN, and CRISPR/Cas-Based Methods for Genome Engineering [J]. Trends in Biotechnology, 2013, 31(7): 397-405. doi: 10.1016/j.tibtech.2013.04.004 CrossRef Google Scholar
[2]	WALTZ E. Gene-edited CRISPR Mushroom Escapes US Regulation [J]. Nature, 2016, 532(7599): 293. doi: 10.1038/nature.2016.19754 CrossRef Google Scholar
[3]	LU X J, XUE H Y, KE Z P, et al. CRISPR-Cas9: a New and Promising Player in Gene Therapy [J]. Journal of Medical Genetics, 2015, 52(5): 289-296. doi: 10.1136/jmedgenet-2014-102968 CrossRef Google Scholar
[4]	JIANG W Z, ZHOU H B, BI H H, et al. Demonstration of CRISPR/Cas9/sgRNA-mediated Targeted Gene Modification in Arabidopsis, Tobacco, Sorghum and Rice [J]. Nucleic Acids Research, 2013, 41(20): e188. doi: 10.1093/nar/gkt780 CrossRef Google Scholar
[5]	JACOBS T B, LAFAYETTE P R, SCHMITZ R J, et al. Targeted Genome Modifications in Soybean with CRISPR/Cas9 [J]. BMC Biotechnology, 2015, 15: 16. doi: 10.1186/s12896-015-0131-2 CrossRef Google Scholar
[6]	FENG C, YUAN J, WANG R, et al. Efficient Targeted Genome Modification in Maize Using CRISPR/Cas9 System [J]. Journal of Genetics and Genomics, 2016, 43(1): 37-43. doi: 10.1016/j.jgg.2015.10.002 CrossRef Google Scholar
[7]	BELHAJ K, CHAPARRO-GARCIA A, KAMOUN S, et al. Editing Plant Genomes with CRISPR/Cas9 [J]. Current Opinion in Biotechnology, 2015, 32: 76-84. doi: 10.1016/j.copbio.2014.11.007 CrossRef Google Scholar
[8]	LUO S, LI J, STODDARD T J, et al. Non-transgenic Plant Genome Editing Using Purified Sequence-specific Nucleases [J]. Molecular Plant, 2015, 8(9): 1425-1427. doi: 10.1016/j.molp.2015.05.012 CrossRef Google Scholar
[9]	JONES H D. Regulatory Uncertainty over Genome Editing [J]. Nature Plants, 2015(1): 14011. Google Scholar
[10]	WOO J W, KIM J, KWON S I, et al. DNA-free Genome Editing in Plants with Preassembled CRISPR-Cas9 Ribonucleoproteins [J]. Nature Biotechnology, 2015, 33(11): 1162-1164. doi: 10.1038/nbt.3389 CrossRef Google Scholar
[11]	SVITASHEV S, SCHWARTZ C, LENDERTS B, et al. Genome Editing in Maize Directed by CRISPR-Cas9 Ribonucleoprotein Complexes [J]. Nature Communications, 2016(7): 13274. Google Scholar
[12]	LIANG Z, CHEN K L, LI T D, et al. Efficient DNA-free Genome Editing of Bread Wheat Using CRISPR/Cas9 Ribonucleoprotein Complexes [J]. Nature Communications, 2017(8): 14261. Google Scholar
[13]	MARILLONNET S, THOERINGER C, KANDZIA R, et al. Systemic Agrobacterium Tumefaciens-mediated Transfection of Viral Replicons for Efficient Transient Expression in Plants [J]. Nature Biotechnology, 2005, 23(6): 718-723. doi: 10.1038/nbt1094 CrossRef Google Scholar
[14]	GLEBA Y, KLIMYUK V, MARILLONNET S. Viral Vectors for the Expression of Proteins in Plants [J]. Current Opinion in Biotechnology, 2007, 18(2): 134-141. doi: 10.1016/j.copbio.2007.03.002 CrossRef Google Scholar
[15]	ROSS A F. Systemic Acquired Resistance Induced by Localized Virus Infections in Plants [J]. Virology, 1961, 14(3): 340-358. doi: 10.1016/0042-6822(61)90319-1 CrossRef Google Scholar
[16]	MARTON I, ZUKER A, SHKLARMAN E, et al. Nontransgenic Genome Modification in Plant Cells [J]. Plant Physiology, 2010, 154(3): 1079-1087. doi: 10.1104/pp.110.164806 CrossRef Google Scholar
[17]	TRUONG D J J, KVHNER K, KVHN R, et al. Development of an Intein-mediated Split-Cas9 System for Gene Therapy [J]. Nucleic Acids Research, 2015, 43(13): 6450-6458. doi: 10.1093/nar/gkv601 CrossRef Google Scholar
[18]	NUÑEZ J K, HARRINGTON L B, DOUDNA J A. Chemical and Biophysical Modulation of Cas9 for Tunable Genome Engineering [J]. ACS Chemical Biology, 2016, 11(3): 681-688. doi: 10.1021/acschembio.5b01019 CrossRef Google Scholar
[19]	SCHMELAS C, GRIMM D. Split Cas9, not Hairs-advancing the Therapeutic Index of CRISPR Technology [J]. Biotechnology Journal, 2018, 13(9): 1700432. doi: 10.1002/biot.201700432 CrossRef Google Scholar
[20]	MORETTI A, FONTEYNE L, GIESERT F, et al. Somatic Gene Editing Ameliorates Skeletal and Cardiac Muscle Failure in Pig and Human Models of Duchenne Muscular Dystrophy [J]. Nature Medicine, 2020, 26(2): 207-214. doi: 10.1038/s41591-019-0738-2 CrossRef Google Scholar
[21]	HUANG P, XIAO A, ZHOU M G, et al. Heritable Gene Targeting in Zebrafish Using Customized TALENs [J]. Nature Biotechnology, 2011, 29(8): 699-700. doi: 10.1038/nbt.1939 CrossRef Google Scholar
[22]	PANDEY S K, NOOKARAJU A, FUJINO T, et al. Virus-induced Gene Silencing (VIGS)-mediated Functional Characterization of Two Genes Involved in Lignocellulosic Secondary Cell Wall Formation [J]. Plant Cell Reports, 2016, 35(11): 2353-2367. doi: 10.1007/s00299-016-2039-2 CrossRef Google Scholar
[23]	AVESANI L, MARCONI G, MORANDINI F, et al. Stability of Potato Virus X Expression Vectors is Related to Insert Size: Implications for Replication Models and Risk Assessment [J]. Transgenic Research, 2007, 16(5): 587-597. doi: 10.1007/s11248-006-9051-1 CrossRef Google Scholar
[24]	NISHIMASU H, CONG L, YAN W X, et al. Crystal Structure of Staphylococcus Aureus Cas9 [J]. Cell, 2015, 162(5): 1113-1126. doi: 10.1016/j.cell.2015.08.007 CrossRef Google Scholar
[25]	XIE K B, MINKENBERG B, YANG Y N. Boosting CRISPR/Cas9 Multiplex Editing Capability with the Endogenous TRNA-processing System [J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2015, 112(11): 3570-3575. doi: 10.1073/pnas.1420294112 CrossRef Google Scholar
[26]	ANDERSSON M, TURESSON H, OLSSON N, et al. Genome Editing in Potato via CRISPR-Cas9 Ribonucleoprotein Delivery [J]. Physiologia Plantarum, 2018, 164(4): 378-384. doi: 10.1111/ppl.12731 CrossRef Google Scholar
[27]	PAUSCH P, AL-SHAYEB B, BISOM-RAPP E, et al. CRISPR-CasΦ from Huge Phages is a Hypercompact Genome Editor [J]. Science, 2020, 369(6501): 333-337. doi: 10.1126/science.abb1400 CrossRef Google Scholar

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通讯作者: 陈斌, bchen63@163.com

1.
沈阳化工大学材料科学与工程学院沈阳 110142

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近年来，锌指核酸酶(ZFNs)、转录激活物样效应器核酸酶(TALENs)、聚集的规则间隔短回文重复序列/CRISPR相关蛋白9(CRISPR/Cas9)等基因编辑技术在动植物中得到了快速的发展^[1]. CRISPR/Cas9由于其高效性、简便性以及低成本等优点迅速成为最受欢迎的基因编辑技术之一，该技术不仅在生物学方面起着革命性的突破作用，在人类疾病防治和动植物育种方面也具有较大潜力^[2-3]. 随着其重要性的增加，CRISPR/Cas9系统先后在拟南芥、烟草、高粱、水稻、黄豆、玉米和其他植物中建立起来^[4-7]. CRISPR/Cas9的递送方法主要是基于传统的遗传转化(比如农杆菌)致使外源DNA片段插入到靶标宿主的基因组上^[8]. 由于缺乏有效的方法，很多植物难于进行遗传转化. 尽管通过杂交选择后代的方法可以分离转基因元件，但在基因编辑过程中涉及的转基因未来仍可能会引发公众和监管部门的注意^[9]. 为了克服监管障碍，Woo等^[10]在体外将Cas9蛋白和gRNA复合物进行组装后，利用聚乙二醇将其转染到原生质体中，从而在拟南芥、烟草、莴苣和水稻的再生植株中实现靶向突变. 该策略在玉米和小麦中也展现了很高的效率和更低的脱靶^[11-12]，然而，该方法的前提必须是要分离获得靶标植物的原生质体，否则该策略就不能进行. 目前该方法在大部分的非模式植物中基本上还没有成功，而病毒递送CRISPR元件也许是一个比较好的方法，原因如下：1) 病毒不会整合到宿主植物基因组中，因此其产生的是非转基因植物^[13]；2) RNA病毒能高量表达外源蛋白^[14]；3) 马铃薯病毒X(PVX)能从一个细胞移动到另外一个细胞，从而系统感染植物^[15]. 由于大部分的病毒载体只能运载较小的蛋白，比如锌指核酸酶^[16]等，而来源于金黄色葡萄球菌的SaCas9(3.1kb)由于其太大，因此不能直接在植物病毒中表达. 有研究报道，可以将Cas9分成两段在病毒载体中独立表达，然后采用多种系统将分段的Cas9连接起来，从而行使完整Cas9的编辑作用，这些系统包括：1) sgRNA作为支架用于Cas9组装；2) 雷帕霉素控制的FKBP/FRB系统；3) 光调控的磁性系统；4) 内含肽^[17-19]. Moretti等^[20]采用腺相关病毒载体(rAAV)运载内含肽介导的Cas9，成功在杜兴氏肌肉萎缩症模型猪中进行体细胞基因编辑，有效改善了骨骼肌和心肌衰竭.

本研究我们开发了一个内含肽介导的片段化Cas9系统，用于植物的基因编辑. 将SaCas9基因分割成3个部分，通过内含肽DnaB或DnaE将其进行组合，并采用马铃薯病毒X载体进行递送，使其能系统感染烟草.

1. 材料和方法

1.1. 材料

研究使用的HEK293FT，是一种人胚胎肾细胞系，保存于西南大学前沿交叉学科研究院生物学研究中心. 在37 ℃条件下，用Dulbecco改良的Eagle氏培养基、约5%的CO₂和10%的胎牛血清(合格，Invitrogen)培养细胞. 植物材料使用栽培烟草红花大金元，在烟草的4片真叶期用于瞬时转染.

1.2. 载体构建

利用化学方法合成EF1a启动子后，采用Nco I，Sal I和Xho I酶切连接的方法将EF1a启动子插入到PUC-V4-N-SaCas9载体上，以形成含有SV40终止子的EF1a-V4-N载体. 在金斯瑞生物科技公司化学合成gRNA-T4S和12个内含肽介导的撕裂SaCas9(V1-N-SaCas9，V1-M-SaCas9，V1-C-SaCas9，V2-N-SaCas9，V2-M-SaCas9，V2-C-SaCas9，V3-N-SaCas9，V3-M-SaCas9，V3-C-SaCas9，V4-N-SaCas9，V4-M-SaCas9，V4-C-SaCas9)，并通过Nco I和Sal I将其插入到EF1a-V4-N载体，以构建EF1a-V1/V2/V3/V4-N/M/C-SaCas9载体. 采用Cla I和Sal I将内含肽介导的撕裂SaCas9克隆到马铃薯病毒X载体(PGR107)上，以形成PGR107-V4的4个系列载体：PGR107-V4-N-SaCas9，PGR107-V4-M-SaCas9，PGR107-V4-C-SaCas9和PGR107-gRNA-T4S.

1.3. 单链退火系统的构建和荧光素酶活性检测

基于Huang等^[21]描述的方法构建单链退火系统(SSA). 在SSA中，采用人巨细胞病毒启动子启动荧光素酶(LUC)的表达^[21]. 将荧光素酶切分成3个部分，分别命名为LUC-A (317 bp)，LUC-B (871 bp)和LUC-C (465 bp). 将终止子(TGA)和gRNA靶位点置放于2个LUC-B之间，从而将LUC分成2个部分. 当Cas9和gRNA加入到SSA中，gRNA会引导Cas9去切割DNA，从而形成双链缺口，2个LUC-B可基于SSA形成完整的荧光素酶，用pRL-TK载体表达海肾萤光素酶(RUC)作为对照组. 将HEK293FT细胞置放在有培养基的24孔板中，加入300 ng内含肽介导的撕裂SaCas9(EF1a-Vx-N-SaCas9，EF1a-Vx-M-SaCas9和EF1a-Vx-C- SaCas9)，300 ng的EF1a-gRNA，150 ng的SSA质粒和50 ng海肾萤光素酶质粒，利用脂质体2000将其共转染到细胞中. 48 h后，收集细胞，基于操作手册采用双荧光素酶检测系统测定萤光素酶(LUC)和海肾荧光素酶(RUC)的活性. 每个实验重复3次.

1.4. 病毒侵染

基于Pandey等^[22]的方法进行少许修改，进行病毒感染的瞬时侵染实验，主要包括以下步骤：将4种质粒(PGR107-V4-N-SaCas9，PGR107-V4-M-SaCas9，PGR107-V4-C-SaCas9和PGR107-gRNA-T4S)转化到农杆菌GV3101菌株中，挑取阳性克隆子在含有卡那霉素(50 mg/L)和利福平(25 mg/L)的酵母抽提物牛肉培养基中28 ℃生长16 h；通过离心的方式收集农杆菌细胞，并将其利用侵染溶液(含10 mmol/L MES，10 mmol/L MgCl₂和200 μmol/L乙酰丁香酮)重悬，使农杆菌细胞的光密度在1.6~2.0范围内；将4种农杆菌按照1∶1∶1∶1的比例进行混合，并将其放置在25 ℃培养箱中静置4~6 h；使用注射器针头将上述混合的重新悬浮的农杆菌渗透到植株叶片的远轴表面.

1.5. DNA提取和突变检测

将农杆菌注射到烟草叶片15 d后，收集新长出的叶片以及注射的叶片，采用EasyPure Plant Genomic DNA Kit提取烟草叶片的DNA，并以此为模板，设计引物进行PCR扩增，采用PEASY-T5进行TA克隆，最后在华大基因公司进行Sanger测序. 通过序列分析，以判定DNA的突变形式和突变效率.

3. 结论与讨论

在本研究中，我们构建了内含肽介导的撕裂SaCas9载体. 采用SSA系统，在一种哺乳动物细胞系中证实了内含肽介导的撕裂SaCas9活性. 采用瞬时侵染的方法，发现马铃薯病毒X载体(PGR107)能运载撕裂SaCas9，SaCas9能在新长出的叶片中表达，并能实现靶向编辑烟草的内源基因.

目前已经开发了两种非转基因的基因组编辑策略，以推广和应用基因组编辑方法产生新的植物：1) 从大肠杆菌中纯化到核酸酶(Cas9，Cpf1)和gRNA在体外进行组装，将该复合物通过聚乙二醇或是基因枪递送到原生质中，之后由原生质体再生形成非转基因的小苗^[11-12]；2) 通过植物病毒载体瞬时表达锌指核酸酶^[16]. 以上两种方法与传统RNA引导的核酸内切酶(RGEN)相比，能得到非转基因植株，但外源DNA不会插入到宿主基因组中. 由于第1种方法效率高、时间少、脱靶率低，已经成功应用到一些双子叶(拟南芥、烟草、莴苣、马铃薯和牵牛花)和单子叶植物(水稻、玉米和小麦)中^{[10-12, 23, 25-26]}. 在RNA引导的核酸内切酶复合体方法中用到的原生质体分离、转染以及再生步骤，则会阻止该方法在其他植物中的应用和延伸. 由于便携的操作和不需要原生质体，Marton等^[16]采用TRV成功在烟草和牵牛花中表达了锌指核酸酶，并获得了可以遗传的基因编辑植株.

马铃薯病毒X是一种单链病毒，不能被整合到宿主基因组DNA中^[23]. 此外，马铃薯病毒X在多个组织中可以高量表达，且能系统感染，所以该病毒被应用于基因功能研究以降低基因的表达量或是在植物中表达具有商业价值的蛋白^{[15, 22]}. 在本研究中，采用马铃薯病毒X表达SaCas9蛋白，可获得非转基因的编辑烟草植株.

本研究采用内含肽介导的撕裂SaCas9蛋白成功在烟草叶片中编辑了PDS基因，然而该系统的编辑效率不是很高，主要的原因可能是SaCas9被分成了3个部分，而3个部分比2个部分组装形成全长SaCas9的概率低，因此探寻更小的Cas9^[27]或是运载能力更大的载体，或许能提高撕裂SaCas9的效率. 如果该系统的效率能得到提升，那么其可能在植物基因功能研究上成为一个简单且有效的基因编辑方法.

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